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Rubrique Conférences

Conférence : interaction plantes / microorganismes

Le 24 janvier 2017 - Claire Olive

Vidéo et diaporama de la conférence scientifique effectuée par Mme Claire Olive,PrAG à l’UFR SVTE Université de Bourgogne

Conférence 


Interactions plantes - micro-organismes à... par Formation SVT Dijon

 

 

Vidéo intégrale de la conférence (durée totale 2h20)

http://dai.ly/k5oDEPZMFQ9mDNlrUGv

Documents (diaporame) en pièce jointe

 

 

Quelques manipulations possibles pour observer…


A- Des ectomycorhizes d’arbres


L’échantillonnage : les jeunes pins et épicéas (essences ectomycorhizées, voir le diagramme des types mycorhiziens sur le diaporama de la conférence) qui poussent dans des souches illustrent la capacité à se nourrir de N et P organiques, dans le bois où se développent les racines, grâce aux capacités enzymatiques des champignons mycorhiziens. De tels arbres se trouvent toute l’année, ils survivent souvent et leurs racines finissent par atteindre dans le sol. Il y a des mycorhizes toute l’année (elles sont plus faciles à dégager quand le sol est riche en matière organique, par ex. s’il y a une litière épaisse), surtout quand il fait humide et pas trop froid.
Préparation et coloration :
On peut observer la morphologie des ectomycorhizes sur racines fraîches à l’aide d’une loupe binoculaire (racines courtes, ramifiées et colonisées par les hyphes).
Pour observer l’organisation interne il faut passer à la microscopie : faire une coupe transversale, la plus fine porrible, d’une ectomycorhize et monter dans de l’eau, entre lame et lamelle (on observe le manteau et éventuellement le réseau de Hartig).
Pour des protocoles de coloration, voir l’article de MA Selosse et A. Helme-Guizon dans le bulletin de l’APBG (2011(1) : 135-140), pdf joint.


B- Des endomycorhizes à Gloméromycètes


Beaucoup d’espèces différentes peuvent être observées (pas les Brassicacées ni les Chénopodiacées, qui n’établissent pas ces symbioses), obligatoirement en coupe au microscope pour voir des hyphes (la préparation de spores est aussi possible, voir article du bulletin de l’APBG).
Différentes coloration sont possibles, par exemple encre de Chine ou bleu Trypan (colorants spécifiques des parois fongiques). On fait tremper les racines, puis on prélève des racines jeunes, fines, non lignifiées et on les découpe en fragment d’environ 1 cm de longueur. On écrase doucement entre lame et lamelle avant observation microscopique. On peut alors repérer les hyphes (non septées), éventuellement les appressoria (suçoirs), les vésicules (stockage de réserves) et les arbuscules (échanges du P et du C entre partenaires). On peut aussi colorer au bleu coton, avec un protocole plus long (voir article de MAS).


C- Des nodosités de légumineuses


On peut prélever les racines de toute Légumineuse (Trèfles par exemple, à bactéroïdes ronds ou encore Vesces qui présentent des bactéroïdes caractéristiques, déformés en Y) et commencer par une observation en loupe binoculaire des nodules : on peut repérer la zonation interne et la couleur rosée due à la leghémoglobine.
Pour faire un frottis et repérer les bactéroïdes, écraser ou frotter sur une lame porte-objet une nodosité préalablement nettoyée sous l’eau. (On peut aussi dilacérer la nodosité dans une goutte d’eau avec une pince ou la passer "au rouleau" avec une pipette.)
Enlever les plus gros morceaux puis laisser sécher le frottis quelques minutes.
Fixer ensuite à l’alcool à 100° durant 5’, puis égoutter la lame et laisser l’alccol s’évaporer.
Ajouter du Bleu de méthylène (ou de l’encre de stylo plume !) ou encore de la safranine pendant quelques minutes.
Rincer à l’eau distillée puis laisser sécher. Regarder sans lamelle, à l’objectif40 ou à l’objectif 100 à l’immersion.
On s’intéressera à la forme, à la taille et au nombre de bactéroïdes, en comparant éventuellement diverses espèces d’hôtes. Des vésicules intracellulaires, représentant les endomembranes portant les chaînes de transfert d’électrons respiratoires du Rhizobium, sont parfois visibles.

On peut aussi réaliser un test de Gram dont voici le protocole pour mémoire :
- Après fixation à l’alcool à 100° :
- Ajouter la solution colorante (Crystal violet ou violet de gentiane) durant une minute.
- Rincer à l’eau la lame puis ajouter le Lugol (mordançage, fixe la coloration précédente).
- Rincer à nouveau à l’eau puis décolorer à l’acétone ou à l’alcool à 95 ou 100° durant 30 secondes : seuls les Gram- se décolorent, la paroi épaisse (peptidoglycanes) des Gram+ limite l’effet du décolorant.
- Rincer puis ajouter de la safranine ou de la fuschine comme sur-colorant (aide à visualiser les bactéries Gram-, comme les Rhizobium justement, totalement décolorées).
- Rincer puis laisser sécher.
Regarder sans lamelle, au microscope à l’immersion (obj x100) : les bactéries Gram+ ont conservé la coloration violette tandis que les Gram+ sont seulement colorées par le sur-colorant (c’est le cas des Rhizobium).